<< Pagina precedentã | Despre autori | Cuprins | Home | Pagina urmãtoare >>

 

5. 5. Reacţii de reducere

Clasa oxidoreductazelor în care intră şi dehidrogenazele, cuprinde enzimele ce catalizează reacţiile redox [[1] ]. In vivo, ele sunt implicate  în multe căi metabolice şi  în transformările  energetice din celulă. Dar, pentru  manifestarea activităţii catalitice este necesară prezenţa coenzimelor. Unele coenzime cum sunt flavin adenin-dinucleotid (FAD) şi flavin adenin mononucleotid (FMN), sunt legate de enzimă.

Spre deosebire de acestea, nicotin-adenindinucleotidul (NAD) şi nicotinamid dinucleotid fosfatul (NADP), există în cea mai mare parte a cazurilor, ca o componentă solubilă a enzimei. Majoritatea dehidrogenazelor utilizate  în biotransformări sunt NAD(P)H dependente.

Figura 6. Reacţia de reducere catalizată de dehidrogenazele NAD(P)H dependente.

În Figura 6 este prezentată schema de reacţie tipică pentru obţinerea alcoolilor chirali. În timpul reducerii compuşilor carbonilici, cofactorul pierde un ion hidrură alături de alcoolul corespunzător obţinându-se deci şi NAD(P)+. De aceea  în cazul reducerilor enzimatice fie se adaugă cofactor  în raport stoechiometric cu substratul, fie acesta este regenerat in situ [ [2] ]. Cum preţul de cost al NAD(P)H este mare,  în practică se preferă cea de a doua metodă [ [3] , [4] ]. În prezent sunt disponibile peste 650 de enzime din această clasă, astfel încât virtual fiecare aldehidă sau cetonă poate fi  redusă enzimatic sau microbian [ [5] ]. Câteva oxidoreductaze existente în celula drojdiilor sunt prezentate în Tabelul 1 [ [6] ].

Prima reducere microbiană mediată de drojdii (reducerea furfuralului la alcoolul furfurilic) a fost descrisă în 1898 [ [7] ], şi primul articol de sinteză ce acoperă o mare parte din metodele folosite şi astăzi pentru reducerile mediate de drojdii datează din 1949 [ [8] ]. Dezvoltarea ulterioară a domeniului este datorată cercetărilor sistematice întreprinse de MAC LEOD şi CERVINKA [ [9] , [10] ].

            Deşi extinderea  utilizării biotransformărilor microbiene a  întâmpinat reţineri din partea chimiştilor organicieni, astăzi reducerile mediate de drojdii (în special de S.cerevisiae) sunt deja larg folosite datorită preţului de cost scăzut şi disponibilităţii  biocatalizatorului (considerat  încă drept reactiv)[ [11] , [12] ].

            În unele cazuri ca produs de reacţie se obţine alcoolul enantiomeric pur, însă de cele mai multe ori se obţin amestecuri de enantiomeri. Descoperirea existenţei în celula drojdiilor a unei multitudini de dehidrogenaze cu stereoselectivităţi opuse a determinat intensificarea cercetărilor pentru găsirea celor mai potrivite metode de limitare a formării produşilor secundari nedoriţi.

Tabelul 1.Oxidoreductaze din drojdii.

Denumire

(a)      Denumire

ADH (ADH1 , ADH2 , m-ADH)

LDH

Xilitol DH

Manitol DH

Metilglioxal reductază (MR)

Glioxilat reductază (I şi II)

Acetoin DH

Acetoin reductază

Diacetil reductază

Malat DH

Izocitrat DH

Histidinol DH

Homoserin DH

Treonin DH

Sikimat DH

β-izopropil malat DH

17-β-hidroxisteroid DH

Cetopantoil lacton reductază

Cetopantoic acid reductază

α- amino adipat DH

Enoil reductază

α-glicerofosfat DH

1-sterol dehidrogenază

α- cetoglutarat DH

Glu DH

G-6P-DH

6-P-gluconat DH

Saccaropin reductază

Complexul FAS

Fumarat reductaza

Glicerol DH

Succinat reductaza

* DH-dehidrogenaza

            Cele mai multe din oxidoreductaze acţionează asupra substraturilor solubile în apă. În multe cazuri acestea sunt  temporar derivatizate ca în cazul esterilor S-CoA a acizilor carboxilici. Substraturile tipice pentru  biotransformările microbiene ce prezintă interes în sinteze sunt compuşi hidrofobi asupra cărora enzimele prezentate în Tabelul 2 nu acţionează. Cu toate acestea, datorită implicării lor în calea glicolitică concentraţia acestor enzime în celulă este proporţională cu abilitatea celulei de a produce NAD(P)H. G-6-DH, 6-P-gluconat DH şi probabil cetopantoil reductaza sunt implicate în producerea NADPH [ [13] ].

            O simplă variaţie în concentraţia oxigenului dizolvat poate conduce la mărirea productivităţii reducerii microbiene. Condiţiile aerobe măresc activitatea G-6-PDH şi D-lactat dehidrogenazei dar  reduc activităţile malat dehidrogenazei şi alcool dehidrogenazei [ [14] ]. Deoarece glucoză-6-fosfat dehidrogenaza este implicatǎ în regenerarea NAD(P), o aerare puternicǎ poate creşte în unele cazuri capacitatea reducătoare a microorganismului. În cazul în care cele două grupe adiacente carbonilului  au volume mult diferite, substratul va fi atacat preponderent de o singură enzimă, rezultând un singur produs, selectivitatea procesului apropiindu-se de 100% ( Figura 7) [ [15] ]. Aceastǎ regulǎ dedusǎ din experimentele cu Culvuralia falcata se aplicǎ şi în cazul reducerilor compuşilor carbonilici de cǎtre drojdii (cu numeroase excepţii).

Figura 7. Regula lui PRELOG: dacă substituenţii grupei carbonil au mărimi diferite (V-alchil voluminos, m-alchil de dimensiuni mai mici) se obţine alcoolul de configuraţie  S  cu exces enantiomeric bun..

            Unul din factorii ce influenţează hotărâtor puritatea optică a produsului este concentraţia substratului. În cazul cel mai des întâlnit în care în celulă există două  enzime  ce intră în competiţie pentru substrat viteza relativă de obţinere a celor doi enantiomeri depinde de concentraţia substratului. Este  cunoscut faptul că în cazul reducerilor cu drojdii, puritatea optică a produsului este cu atât mai bună cu cât concentraţia substratului este mai mică.  Excesul enantiomeric  (pentru izomerul R) poate fi exprimat prin relaţia [19] :

(1)
(2)
unde: KR;KS-constantele Michaelis pentru enzima R, respectiv S ; Vmax - viteza maximă de reacţie; So –concentraţia substratului; C – gradul de transformare  

 

Deoarece în cazul fermentaţiei glucozei/zaharozei  există suficienţi „echivalenţi de reducere“ reacţia poate fi considerată practic ireversibilă. Neglijând inhibiţia prin produs (ipoteză  verificată de majoritatea sistemelor utilizate practic, în special la  începutul biotransformării), mersul stereochimic al reacţiei poate fi exprimat pe baza constantelor adimensionale y (definit anterior) şi z:

(3)

Figura 8.  Comparatie intre specificitatea reducerilor cu enzime  izolate si cele mediate de drojdii.
ADHd alcool dehidrogenaza din drojdii; ADHf alcool dehidrogenaza din ficat de cal; ADHTB alcool dehidrogenaza din Thermoanaerobium brockii; ADHPT alcool dehidrogenaza din Pseudomonas testosteroni; HSDH hidroxi steroid dehidrogenaza;

În drojdii au fost identificate 3 alcool dehidrogenaze diferite. ADH I este prezentă în timpul creşterii exponenţiale pe glucoză. ADH II este o enzimă oxidativă, activă  la sfârşitul fazei exponenţiale la creşterea pe glucoză şi etanol. ADH III (ADH m) este o enzimă mitocondrială. Alcool dehidrogenazele din drojdii sunt enzime cu utilizări biocatalitice limitate. Deşi acceptă ca substrat un mare număr de aldehide, nu sunt active decât faţă de câteva metil cetone. Cea mai interesantă aplicaţie a alcool dehidrogenazelor din drojdii o constituie separarea cinetică a amestecurilor racemice de aldehide. Prin reducerea funcţiei aldehidice cu Candida reukaufii  se poate obţine (-)citonelol pornind de la citronelal. Deoarece procedeul este puţin economic a fost înlocuit cu reducerea geraniolului cu S.cerevisiae. Aşa cum se poate observa din Figura 8, în biotransformǎrile enzimatice pot fi folosite alcool dehidrogenazele din alte surse. De exemplu, alcool dehidrogenaza din Thermoanaerobium brockii (ADHTB) reduce metil sau etil cetonele, iar alcool dehidrogenaza din ficatul de cal (ADHFC), una din cele mai studiate, acceptă drept substrat ciclohexanonele şi ciclopentanonele substituite cu radicali alchil. Alcool dehidrogenaza din Pseudomonas testosteroni (ADHPT) acţionează asupra unui mare număr de compuşi policiclici [[16] ,[17] ], în timp ce hidroxisteoid dehidrogenazele (HSDH) recunosc diferite grupe carbonil din molecula sterolilor [[18] ].

 

5.5.1. Reducerea cetonelor alifatice

Cetonele inferioare sunt reduse cu randamente şi exces enantiomeric mici. Din Tabelul 2 se observă că începând de la C4 se obţine preponderent alcoolul cu configuraţia (S) [ [19] ] -conform regulei lui Prelog- dar pentru obţinerea unei purităţi optice avansate a produsului este  necesară o diferenţă mai mare între volumele grupelor vecine centrului de reacţie. Cetonele împiedicate steric cum ar fi 4-octanona, terţbutil-metil cetona, izobutil-izopropil cetona, n-amil-fenil cetona) nu sunt reduse. Dacă unul din radicalii alchil are o catenă mai lungă este necesar ca celălalt radical să fie metil pentru a putea avea loc reducerea.

(R)-6-metil-5-hepten-2-ol (R-sulcatol)  a putut fi obţinut prin reducerea cetonei (1) -Figura 9-de către Pichia farinosa IAM 4682  (η =51%, 90% e.e.). Compusul a fost utilizat pentru sinteza chemoenzimatică a (R,R)-(-)-Pireforinei [[20] ].

Tabelul 3.  Reducerea cetonelor alifatice cu Saccharomyces cerevisiae

R1

R2

e.e. (%)

Configuraţie

CH3

C2H5

67

S

CH3

n-C3H7

64

S

CH3

i-C3H7

90

S

CH3

n-C4H9

82

Article II.     S

CH3

HC≡C(CH2)3-

99

S

C2H5

n-C3H7

12

S

CH3

C6H5

89

S

CH3

n-C4H7

13

R

Figura 9. Obţinerea (R ) sulcatolului prin reducere cu Pichia farinosa IAM 4682.

Reducerea 3-brom-2-octanonei cu S.cerevisiae (celule neviabile) conduce la un amestec de 20% substrat nereacţionat, 40% (-)-(2S,3S) sin-bromhidrină (>98%e.e.) şi 40% (+) (2S,3R)-anti-bromhidrină (>98% e.e.) (Figura 10). Când reducerea s-a făcut cu Geotrichum candidum [[21]] s-a obţinut un amestec format din 60% (+)-(2R,3R) sin-bromhidrină (70% e.e.), 40% (-) (2R,3S)-anti-bromhidrină (>80%  e.e.).

Figura 10. Reducerea microbiana a 3-brom -2-octanonei

            Reducerea 3-clor-2-butanonei (5) conduce la un amestec 1:1 de (2S,3S) şi (2S,3R)- 3-clorbutan-2-ol. Transformarea amestecului de reacţie în  dimetil-metoxi-metil eter  urmată de eliminarea acidului clorhidric  şi hidroliză conduce la obţinerea  (S)(+)- 3-buten-2-ol (7)  (Figura 11).

 

Figura 11. Produsii reactiei de reducere a 3-clor-2-butanonei.

 

5.5.2. Reducerea cetonelor ciclice

Primele cetone ciclice ce au fost supuse reducerii au fost ciclopentanona şi 2-metil ciclohexanona [ [22] , [23] ]. Cercetările ulterioare au arătat că reducerea microbiană a cetonelor poate fi o reacţie enantioselectivă, conducând fie la scindarea racemicului (în urma reacţiei rezultă  un alcool optic activ şi celălalt enantiomer al cetonei nereacţionat), fie poate avea loc reducerea ambilor izomeri ai racemicului, formându-se diastereoizomeri optic activi [ [24] , [25]].. Primul caz  poate fi întâlnit la reducerea bicicloheptenonei (8). Când se utilizează S.cerevisiae se obţin alcoolii (9exo şi endo cu exces enantiomeric de  84%, respectiv 88% care după separare cromatografică şi oxidare au condus la cei doi enantiomeri ai cetonei (8) [ [26] ].

Figura 12. Reducerea bicicloheptenonelor şi biciclooctenonelor cu S.cerevisiae.

           

Raportul endo/exo pentru diferite tulpini de S.cerevisiae a variat între 1:1 şi 7:1. Deşi în mod normal raportul endo/exo se modifică de la 7:3, pentru o incubare de 24 de ore, la 3:2 la prelungirea timpului de bioconversie, el poate fi menţinut constant la concentraţii mari de glucoză (350 g/l). Reducerea bicicloheptenonei este inhibată la o concentraţie de substrat de 15 g/l [ [27] , [28]. Reducerea biciclo-octenonei cu structura (10) poate avea loc complet diastereoselectiv -faţa exo- cu o înaltă enantioselectivitate, (alcoolul 11 se obţine cu 92 % e.e) conducând la intermediari valoroşi în sinteza analogilor prostaciclinei [ [29] ].

Tabelul 5. Randamentul şi excesul enantiomeric pentru reducerile biciclooctenonelor.

Produs

η (%)

e.e. (%)

11

25

92

13

67

17

14

12

57

16

27

>99

17

14

88


Figura 13. Produşii  reducerii ciclopentenil acetonei şi butanonei cu R.mucilaginosa..

Racemicul ciclopentenil acetonei (18),  a fost redus de Rhodotorula mucilaginosa la alcoolii diastereoizomeri (19) de configuraţie (2S,1R`) şi (20) de configuraţie (2S,1S`) [ [30]]. În aceleaşi condiţii, racemicul ciclopentenil 2-butanonei  (21) conduce la alcoolul (22)  de configuraţie    (-)(2S,1R`) în amestec cu cetona (23) de configuraţie (-) (1S`).

            Pentru obţinerea enantiomerilor puri ai  5-clor-oxo-biciclo[2.2.1]-7-carboxilatului de metil, racemicul cetonei (24) a fost supus reducerii cu drojdie de panificaţie. Randamentul reducerii a fost de 90%, obţinându-se un amestec al alcoolilor . Reoxidarea cu CrO3/H2SO4/acetonă a condus la enantiomerii  cetonei iniţiale. Procedura poate fi simplificată dacă se lucrează cu C.utilis,  reducerea oprindu-se la o conversie de 52-53% ( Figura 14).

Figura 14. Obţinerea biciclo [2.2.1.] hepatanonei prin reducere microbiană şi reoxidare.

Mentolul natural provine în cea mai mare parte din speciile Mentha piperata şi Mentha arvensis. La începutul perioadei de înflorire, uleiul esenţial conţine în cea mai mare parte mentonă ( ). În cursul înfloririi se produce transformarea de la (-) mentonă la (-) mentol (40%), dar în acelaşi timp o parte din uleiul esenţial este transformat în în neomentol ( 5%) şi neomentilglicozidat ( 45%)

Figura 15. Tranformǎrile (-) mentonei.

De aceea este tentantă extracţia (-) mentonei la începutul perioadei de înflorire şi reducerea microbiană cu Rhodotorula minuta sau Pseudomonas putida

5.5.3. Reducerea cetonelor aromatice

Dintre cetonele aromatice, cele mai bune substraturi pentru reducerile mediate de drojdii s-au dovedit a fi aril-metil cetonele. În urma reducerii se obţin alcoolii de configuraţie (S) cu e.e 69-90%, dar randamentele sunt modeste (15-20%) [[31] ,[32] ,[33] ].  Rezultatele obţinute pentru reducerea acetofenonei cu drojdii sunt prezentate în Tabelul 5 .

Nakamura şi colab. [ [34] , [35] ] au arătat că utilizând drept biocatalizator pulberea acetonică a fungului dimorf G.candidum IFO 4597 se obţine o enantioselectivitate mult mai bună, decât în cazul utilizării celulelor întregi ale aceluiaşi microorganism, folosind drept cosubstrat ciclopentanolul pentru regenerarea NADPH (e.e. >99% cu pulbere acetonică  faţă de  e.e. 52% pentru celule).

Tabelul 5. Selectivitatea şi randamentul reducerii acetofenonei cu drojdii.

Microorganism

e.e. (%)

η (%)

Configuraţie

Rhodotorula rubra

98

45

S

Candida tropicalis

97

96

S

S. rosei

89

9

S

Saccharomyces sp. H-1

93

6

S

Torulopsis magnoliae

2

94

S

S. cerevisiae

88

7

S

 

Această comportare poate fi explicată pe baza prezenţei în celula de drojdie a două dehidrogenaze (enzima-S şi enzima-R) ce conduc la cei doi enantiomeri (Figura 16). Ambele enzime au fost purificate prin cromatografie de schimb anionic [ [36]]. Deşi ambele enzime utilizează NADPH, doar prima enzimă poate oxida ciclopentanolul. O dată format în situsul enzimei S, NADPH disociază suficient de lent astfel încât  să nu poată fi folosit de enzima R şi în consecinţă, aceasta din urmă nu poate reduce acetofenona. Pulberea acetonică de G.candidum a fost de asemenea utilizată pentru reducerea  mai multor acetofenone substituite (regenerarea cofactorului realizându-se cu ciclopentanol) cu stereoselectivităţi ridicate [ [37] ].

Figura 16. Reducerea acetofenonei cu G.candidum.

Figura 17. Influenţa fluorului asupra stereochimiei reducerii cetonelor  cu pulbere acetonică de G.candidum.

Figura 18. Reducerea  complexului acetofenonă-tricarbonil crom  cu drojdii din genul Saccharomyces.

   Este interesant de remarcat faptul că înlocuirea grupei metil din acetofenonă cu trifluor metil  a condus la obţinerea alcoolului de configuraţie opusă în fiecare caz. Din pulberea acetonică au fost purificate două dehidrogenaze. Una poate reduce doar acetofenonele nefluorurate în timp ce cealaltă acceptă ca substrat derivaţii trifluorometil. Nu s-a specificat dacă enzimele izolate în cel de-al doilea studiu sunt identice cu enzimele R şi S din primul studiu.

        

          Figura 19. Reducerea complexului tricarbonil crom al metil benzaldehidei.

    O îmbunătăţire semnificativă a excesului enantiomeric a putut fi obţinută prin utilizarea complecşilor formaţi de arene cu metale tranziţionale, în special cu Cr(CO)3 [[38] ,[39] ].

            Astfel, prin reducerea complexului acetofenonei cu Cr(CO)3s-a obţinut alcoolul corespunzător cu un randament de 96% şi e.e. 100%., rezultate superioare celor obţinute la reducerea acetofenonei. Deşi această reacţie poate fi realizată şi cu alte microorganisme (C.tropicalis, T.magnoliae, R.rubra, IFO 889), cele mai bune rezultate au fost obţinute cu S.cerevisiae sau S.rosei [[40] ].

   Complexul 2-metil benzaldehidei (31) a fost redus cu S.cerevisiae, [[41] ] obţinându-se un amestec de alcool cu configuraţia (1R)-(32) şi enantiomerul (1S) al aldehidei. Izomerul meta (33) conduce la purităţi optice mai reduse (Figura 19).

Rezultate bune se obţin şi atunci când este supus reducerii racemicul complexului 2-metoxibenzaldehidei [[42] ].

Reducerea  racemicului tricarbonil (η5-1-acetil-2-metil-pentadienil) manganului (35) cu R.rubra (Figura 20) conduce la obţinerea alcoolului (36) pur (e.e. 100%) [[43]].

Figura 20. Reducerea complecşilor metalici ai pentadienil acetonei.

Reducerea complecşilor tip  ferocen (Figura 7) a fost una din tipurile de reacţii intens studiată. În majoritatea cazurilor se obţin randamente şi purităţi optice foarte bune. De exemplu, acetilferocenul (37) a fost redus cu diverse drojdii conducând la alcoolul  (S)-(38) cu exces enantiomeric de 96%.

            O metodă interesantă de obţinere a alcoolului (S)-a-metil benzilic porneşte de la p-iod-acetofenonă care este redusă cu 90% e.e. de S.cerevisiae (Figura 21). Tratarea alcoolului (S)-p-iod-α-metil benzilic (40) cu  N-benzil-dihidronicotinamidă în prezenţă de cantităţi catalitice de RhCl(PPh3)3 în acetonitril permite obţinerea alcoolului (S)-α-metil benzilic (41) cu un randament de 85%, fără ca puritatea optică a produsului să se modifice.

Figura 21. Obţinerea alcoolului (S)-α-metil benzilic din p-iod acetofenonă.

            Alcoolul cu configuraţie (R)-(41) poate fi obţinut prin reducere „anti-Prelog“ cu tulpina Yorrowia lipolytica. Tot enantiomerul (R) se obţine şi în cazul în care radicalul fenil este înlocuit cu C4H7, C5H9, C6H11[ [44] ].

            O altă metodă porneşte de la a-sulfonil acetofenonă (42). Utilizând drept biocatalizator o tulpină de S.cerevisiae (sake) K7  se obţine alcoolul corespunzător (R-43) cu un randament de 84% şi e.e 92% (Figura 22). Îndepărtarea grupei sulfonice se poate face prin tratare cu Ni-Raney. Utilizarea altor tulpini din genul Saccharomyces conduce la rezultate slabe [ [45]]. Reducerea β- şi (γ- cetosulfurilor şi sulfonelor poate fi realizată cu celule de Pichia farinosa IAM 4682 [[46]].

  Figura 22. Obţinerea alcoolului (R)-α- metilbenzilic prin reducerea microbiană a α-sulfonil acetofenonei si îndepărtarea grupei  sulfonice Pichia farinosa IAM 4682 [[47]].

Este demn de menţionat faptul că introducerea unui substituent electronegativ în poziţia a  faţă de grupa carbonil măreşte randamentul reducerii acetofenonelor  modificând şi stereochimia produsului obţinut.

Tabelul 6. Selectivitatea şi randamentul reducerii α-fluor şi  α-clor acetofenonelor (C6H5COR)  cu drojdii [[48] ].

Microorganism

R=CH2F

R=CHF2

R=CF3

R=CH2Cl

 

e.e. (η)

e.e. (η)

e.e. (η)

e.e. (η)

R. rubra

64 (89) R

21(93) R

40 (98)  S

94 (65) R

C. tropicalis

70 (99) R

7 (89) R

51 (99)  S

64 (13) R

S. rosei

17 (60) R

14(100) S

52 (72)  S

64 (27) R

S. sp. H-1

76 (97) R

46 (96) R

24 (>99) R

83 (51) R

T. magnoliae

89 (99) S

96(100) S

94 (>99) S

33 (64) S

S. cerevisiae

75 (56) R

72 (92) R

10 (56) R

88 (43) R

 

Deoarece alcoolii benzilici substituiţi cu fluor reprezintă precursori valoroşi pentru obţinerea cristalelor lichide feroelectrice s-a studiat influenţa substituenţilor din poziţia para asupra reducerii fluor acetofenonelor [ [49]]. Fluor acetofenonele substituite cu grupări carboxil sau carboximetil în poziţia para formează alcoolii de configuraţie (R) cu e.e.=80-92% şi randamente între 47-75%, în funcţie de condiţiile de reacţie (Tabelul 6 ).

            Reducerea microbiană a α-fluor şi α-clor  acetofenonelor (44) conduce la obţinerea halohidrinelor cu configuraţie  S, cu randamente şi purităţi optice dependente de condiţiile biotransformării. Derivatul florurat este redus cu un randament de 67% (97% e.e.) în timp ce pentru cel clorurat randamentul de reducere este de 37% (90%e.e.) [[50]]  La reducerea omologului superior   3-clor propiofenona alături de alcoolul de configuraţie S se obţine şi propiofenona [[51] , [52] ].

Figura 23.  Reducerea derivaţilor halogenaţi ai acetofenonei.

            S.cerevisiae reduce 4-fenil-3-brom-2-butanona cu randamente şi excese enantiomerice foarte bune (Tabelul 7 ).

În cazul 1-fenil-1-brom-2-propanonei şi a 1-fenil-2-brom-1-propanonei cantităţile de bromhidrine obţinute sunt foarte mici (<10%). Ca produşi principali de reacţie se obţin cetonele debromurate şi alcoolii corespunzători acestora.

Tabelul 7. Reducerea microbiană a 4-fenil-3-brom-2-butanonei [ [53] ].

Tulpina

Configuraţie

Sin/anti

 η (%)

e.e. (%)

S.cerevisiae

sin-(-)-(2S,3S)

anti-(+)-(2S,3R)

60/40

93

>95

>95

R.glutinis

sin-(-)-(2S,3S)

anti-(+)-(2S,3R)

60/40

74

>95

78

G.candidum

sin-(-)-(2R,3R)

anti-(-)-(2R,3S)

60/40

85

60

70

 

Dehalogenarea α-bromcetonelor a fost observată şi în alte cazuri [[54]]. De exemplu, la reducerea 1-fenil-2-brom-1-butanonei produsul principal este tot cetona debromurată, în timp ce reducerea  derivatului clorurat conduce la clorhidrină. La reducerea enzimatică a α-bromacetofenonei cu alcool dehidrogenază (EC 1.1.1.1) şi NADH se obţine acetofenona în timp ce derivatul clorurat are o reactivitate normală. Reducerea mediată de drojdii a α-clor- şi α-cloracetofenonei conduce la halohidrinele corespunzătoare în ambele cazuri. Deşi (aşa cum s-a arătat anterior) există cazuri în care şi derivaţii cloruraţi elimină halogenul, bromul este mult mai toxic pentru microorganisme.

Tabelul 8. Reducerea α-halogenoacetofenonei.

X
η (%)
e.e (%)
F
44
95
Cl
37
90
Br
9
33

 

Reducerea 4-clor 1-(fluorfenil)-1-butanonei  cu tulpini din genurile Hansenula, Candida şi Saccharomyces conduce la alcoolii corespunzători  de configuraţie R. Pichia metanolica  permite obţinerea celuilalt enantiomer (Tabelul 9 ).

Tabelul 9. Produşii reducerii 4-clor 1-(fluorfenil)-1-butanonei  cu drojdii [ [55] ].

Tulpina

Configuraţia

e.e.%

H. polymorpha ATCC 26012

R-(+)

96

H.anomala ATCC 20211

R-(+)

92

H.anomala ATCC 36903

R-(+)

90

C.boidinii ATCC 32195

R-(+)

93

S.cerevisiae

R-(+)

92

Pichia metanolica ATCC 56308

S-(-)

98

 

5.5.4. Reducerea  α-hidroxicetonelor

            α-Hidroxi cetonele constituie un substrat bun pentru reducerea la diolii corespunzători de către oxidoreductazele din drojdii (Tabelul 11).

           Ambii enantiomeri ai 1,2 alcan-diolilor reprezintă precursori utili în sintezele organice. Metodele mai vechi recomandă reducerea hidroxicetonelor corespunzătoare cu drojdia S.cerevisiae. Pentru regenerarea NAD(P)+ se utilizează glucoza în concentraţiei de »100 g/l. În urma bioconversiei se obţine enantiomerul cu configuraţie (R).

Figura 24.  Obtinera (S)-propilenglicolului prin reducerea hidroxiacetonei.

Un procedeu modern propune utilizarea etanolului drept sursă de carbon, pentru reducerea 1-hidroxi-2-propanonei la (R)-(-) 1,2-propan diol (Figura 24).

Tabelul 11. Exemple reprezentative de reducere a α-hidroxi cetonelor cu S.cerevisiae.

Substratul

R1

R2

Produs

η(%)

e.e. (%)

a

CH3-

H

(R)

60

91

b

C2H5-

H

(R)

65

100

c

i-Bu-

H

(R)

65

100

d

(CH3)2CH-

H

(R)

65

100

e

(CH3)3C-

H

(R)

66

100

f

n-C5H11

H

(R)

56

100

g

H

(R)

85

92

h

CH3CO -

(S)

25

82

i

H

(R)

68

100

j

H

(R)

47

100

k

CH3

 

(S)

76

90

l

H

(R)

73

90

m

(R)

68,6

>95

n

(R)

83

>95

o

(R)

96,5

>95

 

După 70 de ore de bioconversie se obţine un randament de 52% cu exces enantiomeric de 98,2%. (R)-1,3 butandiolul a fost obţinut cu o puritate optică avansată >99% şi un randament de 60%. Aceiaşi reducere în prezenţa glucozei conduce la obţinerea unor rezultate inferioare (η =40%;e.e.=77%) după 6,5 ore de bioconversie.

 

(48)
(49)

Figura 25. Reducerea hidroxibutanonei cu Candida boidinii – metanol- la ( R)-1,3 butandiol.

Enantiomerii de configuraţie (S) ai diolilor C3-C4 se pot obţine prin separarea amestecului rezultat în urma oxidării diolilor racemici respectivi cu drojdii [[56] ].   

Tratând racemicul propilen glicolului cu S.cerevisiae în prezenţa glucozei, în condiţii aerobe, enantiomerul (R)-(-) este oxidat la hidroxiacetonă (51), în timp ce izomerul (S) rămâne netransformat. După 24 de ore de bioconversie, se obţine izomerul S(+) cu un randament de 51% (82,3% e.e) (Figura 26).

Figura 26. Oxidarea (R)-propilen glicolului  la hidroxiacetona

Figura 27. Mecanismul oxidarii propilenglicolului de catre drojdii..

1,3-Butanndiolul racemic incubat cu C.boidinii, pe substrat de metanol conduce la obţinerea acidului (S)-3-hidroxibutiric (η=13%,96% e.e) şi a (S)-butandiolului (Figura 28)

Figura 28. Obtinerea (S)-butandiolului si a acidului (S)-hidroxibutiric din butandiolul racemic.

Abilitatea drojdiilor din specia S.cerevisiae de a reduce  α-hidroxicetonele conducând la configuraţii anti-Prelog a fost comparată cu cea a glicerol-dehidrogenazei microbiene, ambele conducând la compuşi cu aceiaşi configuraţie [[57] ]. Aceste observaţii sugerează prezenţa la tulpinile studiate a unei reductaze al cărei substrat natural este 1,3 dihidroxi-2-propanona [[58] ].

(56)
(57)
(58)
(56')
(59)
(60)

 

Figura 29. Reducerea hidroxicetonelor aromatice cu S.cerevisiae; influenţa structurii substratului asupra stereochimiei adiţiei.

În cazul în care este utilizat drept substrat amestecul racemic al omologului superior, este redus doar enantiomerul R, obţinându-se diolii (62a,b) cu exces enantiomeric de 80% (Figura 30).

(61a,b)
(62 a,b)
a: R1=H;R2=CH3
b: R1= CH3;R2= H
(63)
(64)
(63')
   

Figura 30. Reducerea hidroxi cetonelor nesaturate.

Când amestecurile racemice stereoizomere (63,63') sunt supuse separat reducerii cu S.cerevisiae, doar primul reacţionează, pentru a forma compusul (64), cu un randament de 30% ( 100 e.e) [[59] ].

Configuraţia produsului rezultat în urma reducerii hidroxicetonelor aromatice (65a, b; 66a, b),depinde de natura substituentului gruparării hidroxil. În cazul hidroxicetonei (65) se obţine diolul de configuraţie(R) , în timp ce cetoacetatul (66), este redus la hidroxiacetatul de configuraţie (65). Substituentul din poziţia para influenţează în mică măsură excesul enantiomeric (X=H; e.e=92%; OCH3  e.e=95% pentru alcool, X=H; e.e=94%; OCH3  e.e=82% pentru acetat) însă are un efect determinant asupra randamentului (Figura 31).

(65a,b)
a)X=H; η =85% e.e=92%
b)OCH3; η =25% e.e=95%
(67 a,b)
(66a,b)
a)X=H η =70% e.e=94%
b)OCH3 η = 25% e.e=82%
(68 a,b)

 

Figura  31. Influenta substituentilor asupra configuraţiei şi randamentului reducerii hidroxicetonelor (cetoacetalilor) aromatici.

Prin scindarea racemicului (69a) cu S.cerevisiae în condiţii anaerobe, după formarea iniţială a racemicului (70a) se obţine amestecul (71a)  (cu un randament de 27%) (72a) (cu un randament de 2%). Compusul (69a) conduce la obţinerea produsului endo(71a) prin reducere sin- selectivă în timp ce prin reducerea compusului (71b) se obţine preponderent compusul exo (η=18%). Diastereoselectivitatea opusă a produşilor rezultaţi în urma folosirii substraturilor (69a), respectiv (69b) a fost atribuită biodegradării precursorului ce conduce la produsul endo. Reducerea compusului (69c) conduce după o incubare de 2-3 zile la obţinerea unui amestec (72c)(3%) şi (73c) (6%) cu un randament global de 9%. Raportul (72c)/(73c) poate fi modificat până la 1:30 prin utilizarea intermediarului aciclic (70c), (randament 7,5%) [[60] ].

 

Tabelul 12. Influenţa naturii radicalului R asupra reacţiei din Figura 23.

R

Randament

ee(%)  72

ee(%) 73

Raport 72/73

CH3

29

0

99

1/16

H

32

98

99

2/1

C2H5

9

98

99

1/2

 

Compusul chiral (75) , un intermediar pentru sinteza (+)-endo-brevicominei se obţine prin reducerea şi hidroliza acetatului (74) (η =20%) (Figura 24).

Figura 32. Obtinerea intermediarului chiral pentru sinteza (+)-endo-brevicominei.


[1] Dumitru, I., F., IordĂchescu, D., „Introducere în  enzimologie“, Ed. Medicală, Bucureşti, 1981, pg.25.

[2] Wang, S., S., King, C., K., Adv.Biochem.Eng., 12, 119-146 (1979).

[3] WHITESIDES, G., M., WONG, C., H., Angew.Chem., 97, 617-638 (1985).

[4] I. Chibata, T. , Tosa - „Immobilized Microbial Cells“, I. Chibata,. L.B. Wingard, (ed), Academic Press,1983, pg. 15.

[5] JONES, J., B., Tetrahedron 42, 3351-3403 (1986).

[6] Ward, O., P., Young, C., S., Enzyme. Microb.Technol.,12,482-493 (1991).

[7] KIESLICH, K., „Microbial Transformations of Non-Steroid Cyclic Compounds“, Thieme Stuttgart (1976) .

[8] FABER, K., „Biotransformations in Organic Chemistry“- Springer Verlag 1997.

[9] MACLEOD, R., PROSSER, H., FIKENTSCHER, J., LANYI H, S., MOSHER, H., S., Biochemistry 3, 838-846 (1964).

[10] CERVINKA, O., HUB, L., Collect Czeh.Chem.Commun.31, 2615-2616 (1966).

[11] SERVI, S., Synthesis 1, 1-25 (1990).

[12] CSUK, R., GLANZER, B., Chem.Rev.1, 49-97 (1991).

[13] KATAOKA, M., NOMURA, Y., SHIMIZU, Y.,  Biosci., Biotehnol.Biochem., 56, 820-821 (1992).

[14] HEISE, K., U., PIENDL, A.,  Am. Soc. Brew. Chem. Proc, 49, 82-89 (1973).

[15] SIH, C., J., CHEN, C., S., Angew.Chem.  96, 556-565  (1984).

[16] LAMED, R., KEINAN, E., ZEIKUS, J., G., Enzyme.Microb.Technol.,3,144-149 (1981).

[17] D`Arrigo P., Högberg, H., E., Pedrocchi-Fantoni, G., Servi,  S., Biocatalysis, 9, 299-312 (1994).

[18] BOVARA, R., CANZI, E., CARREA, G., PILOTTI, A., RIVA, S., I., J.Org.Chem., 58, 499-504 (1993).

[19]   MACLEOD, R., PROSSER, H.,. FIKENTSCHER,  J., LANYI, H., S., MOSHER, H., S., Biochemistry 3, 838-846 (1964).

[20] SUGAI, T., KATOH, O., OHTA, H., Tetrahedron  51, 11987-11998 (1995).

[21] BESSE, P., VESCHAMBRE, H., Tetrahedron:Asymmetry 4, 1271-1285 (1993).

[22] Neuberg, C.,  Adv.Carbohydrate Chemistry, 4, 75-117 (1949); Biochim. Biophys. Acta, 4, 170-180 (1950).

[23]   KITAHARA, T., MORI, K., Tetrahedron Lett., 26, 451-452 (1985).

[24] INONUE, T., HOSOMI, K., NODE,  M., Tetrahedron:Asymmetry 6, 31-34 (1995).

[25] OKANO, K., SUEMUNE, H., SAKAI, K., Chem.Pharm.Bull. 37, 1995-1998  (1989).

[26] NEWTON, R., F., PATON,  J., REYNOLDS, D., P., YOUNG, S., ROBERTS, S., M., J.Chem.Soc.Chem.Commun. 908-909 (1979).

[27] FANTIN, G., FOGAGNOLO, M., MEDICI, A., PEDRINI, P., MAROTTA, E., Tetrahedron:Asymmetry 7, 277-282 (1996).

[28] DAWSON, M., J., LAWRENCE, G., C., LILLEY, G., TODD,  M., NOBLE, D., GREEN, S., M., ROBERTS, S., M., WALLACE, T., W., NEWTON, R., F., CARTER,  M., C., HALLETT,  P., PATON,  J., REYNOLDS, D., P., YOUNG, S.,  J.Chem.Soc.Perkin.Trans. 1, 2119-2125 (1983).

[29] Keresz, D., J., Kluge, A., F.,  J.Org.Chem. 53, 4962-4968  (1988).

[30] Siewinski, A., Dmochowska-Gladysz,  J., Kolek, T., Zarza, A., Dedzinski, K., Tetrahedron 35, 401-409 (1979).

[31] NAKAMURA,  K., USHIO, K., OKA, S., OHNO, A., YASUI, S., Tetrahedron Lett. 25, 3979-3982  (1984).

[32] GILLOIS, J., BUISSON, D., AZERAD, R., JOUEN, G., J.Chem.Soc. Chem. Commun., 1224-1225 (1988).

[33] ALTHOUSE, V., E., FEIGL,  M., D., SANDERSON, W., A., MOSHER, H., S., J.Am.Chem.Soc., 88, 3595-3599 (1966).

[34] Nakamura, K., Kitano, K., Matsuda, T., Ohno, A., Tetrahedron Lett.1629-1632 (1996).

[35] Nakamura,  K., Matsuda,  T., J Org Chem, 63, 8957-8964 (1998).

[36] Matsuda, T., Harada, T., Nakajima, N., Nakamura, K., Tetrahedron Lett.4135-4138 (2000).

[37] Matsuda, T., Harada, T., Nakajima, N., Itoh, T., Nakamura, K.,  J. Org. Chem. 65,157-163 (2000).

[38] HOWELL,  J., PALIN, G., Tetrahedron:Asymmetry, 4,1241-1252 (1993).

[39] KITAZUME,  T., Bio Industry  5, 733-735 (1988)-cf. Chem.Abstr. 110:113136g (1989).

[40] YAMAZAKI,  Y. , HOSONO, K., Agric. Biol.Chem. 52, 3239 (1988).

[41] TOP, S., JAOUEN, G., BALDOLI, C.,DEL BUTTERO, P., MAIORANA, S., J.Organometal Chem. 413, 125-135 (1991).

[42] TOP, S., JAOUEN, G., GILLOIS, J., BALDOLI, C., MAIORANA, S. , J.Chem.Soc. Chem.Commun. 19, 1284-1285 (1988).

[43] YAMAZAKI, Y. , UEBAIASHI,  M., SOMEYA,  J., HOSONO,  K., Agric. Biol. Chem. 54, 1781-1789 (1990).

[44] FANTIN, G., FOGAFNOLO,  M., GIOVANNINI,  P., P., MEDICI,  A., PEDRINI,  P., GARDINI,  F., LANCIOTTI,  R.,  Tetrahedron 52, 3547-3552 (1996).

[45] EICHBERGER, G., FABER, K., GRIENGL, H.,  Monatsch.Chem. 116, 1233-1237  (1985).

[46] OHTSUKA, Y., KATOH, O., SUGAI, T., OHTA, H.,  Bull.Chem. Soc.Jpn 70, 483-491 (1997).

[47] YAMAZAKI, Y., KOBAYASHI, H., Tetrahedron:Asymmetry  4,1287-1294 (1993).

[48] FUJISAWA, T., ICHIKAWA,  K., SHIMIZU,  M.,  Tetrahedron: Asymmetry, 4,1237-1240 (1993).

[49] DE CARVALO, M., OKAMOTO, M., T., SAMENHO MORAN, P., J., RODRIGUEZ, J., A., R., Tetrahedron 47,2073 (1991).

[50] FRONZA, G., FUGANTI, C., GRASSELLI, P.,  Tetrahedron:Asymmetry 4,1909-1916 (1993).

[51] FRONZA, G., FUGANTI, C., GRASSELLI, P., J.Org.Chem 56, 6019-6023 (1991).

[52] BESSE, P., VESCHAMBRE, H.,  Tetrahedron:Asymmetry 5, 1249-1268 (1994).

[53] IMUTA, M., KAWAI, K., I., ZIFFER,  H., J.Org.Chem 45, 3352-3355 (1980).

[54] Bv. U.S.A. 5 393 663 (1993).

[55] Kometani,  T., Matsuno, R., Ann.N.Y.Acad.Sci.,75,421-424 (1993).

[56] Matsumura, S., Imafuku, H., Takahashi, Y., Toshima, K., Chem. Lett.,  251-254 (1993).

[57] Manzocchi, A., Fiecchi, A. Santaniello, E.,  J.Org.Chem. 53,4405-4409 (1988).

[58] Fronza, G., Fuganti, C., Grasselli, P., Servi, S., Tetrahedron Lett. 27,4363-4365 (1986).

[59]   RAMASWAMY, S., A., OEHLSCHLAGER, C.,  J.Org.Chem.,53,6153-6156 (1989).

[60] Santaniello, E., Ferraboschi, P., Grisenti,  P., Manzocchi, A., Chem. Rev., 92,1071-1140 (1992).

 

<< Pagina precedentã | Despre autori | Cuprins | Home | Pagina urmãtoare >>
© Universitatea din Bucuresti 2002. All rights reserved.
No part of this text may be reproduced in any form without written permission of the University of Bucharest, except for short quotations with the indication of the website address and the web page.e University of Bucharest, except for short quotations with the indication of the website address and the web page.
Comments to:Ioan Florea Dumitru Last update: October 2002     Web design§Text editor: Monica CIUCIU